Dietary lipids, gut microbiota and lipid metabolism Marc Schoeler, Robert Caesar Rev Endocr Metab Disord. 2019; 20(4): 461–472. doi: 10.1007/s11154-019-09512-0
Микробиота кишечника является центральным регулятором метаболизма хозяина. Состав и функции кишечной микробиоты динамичны и зависят от свойств рациона, например, таких как количество и состав жиров. Следовательно, пищевые жиры могут влиять на физиологию хозяина посредством взаимодействия с кишечной микробиотой. Липиды влияют на микробиоту кишечника как в качестве субстратов для бактериальных метаболических процессов, так и путем ингибирования роста бактерий путем токсического воздействия. Было показано, что кишечная микробиота влияет на липидный обмен и уровень липидов в крови и тканях как у мышей, так и у людей. Кроме того, заболевания, связанные с дислипидемией, такие как неалкогольная болезнь печени и атеросклероз, связаны с изменениями в профиле кишечной микробиоты. Влияние кишечной микробиоты на липидный обмен хозяина может быть опосредовано метаболитами, продуцируемыми кишечной микробиотой, такими как короткоцепочечные жирные кислоты (КЦЖК), вторичные желчные кислоты и триметиламин, а также провоспалительными бактериальными факторами, такими как липополисахарид. Здесь мы рассмотрим связь между микробиотой кишечника, пищевыми липидами и липидным обменом.
ВВЕДЕНИЕ
Микробиота кишечника регулирует многие метаболические процессы в организме хозяина, включая энергетический гомеостаз, метаболизм глюкозы и липидный обмен [1]. Дисбаланс микробиоты, иногда называемый дисбактериозом, связан с метаболическими нарушениями; несколько исследований продемонстрировали причинно-следственную связь между функционированием микробиома и метаболическими нарушениями. Показано, что терапия, направленная на работу с кишечной микробиотой, улучшает метаболическую функцию у людей [2, 3], а трансплантация фекальной микробиоты от пациентов с ожирением, стеатозом или диабетом 2 типа может частично воспроизвести метаболический фенотип донора у мышей-реципиентов [4-7].
Липидный обмен включает в себя биосинтез и деградацию липидов, таких как жирные кислоты, триглицериды и холестерин. Специализированные липопротеины облегчают транспортировку липидов из кишечника в печень, а также между печенью и периферическими тканями. Ожирение связано с нарушением регуляции липидного обмена, что может привести к аномальному уровню липидов в крови, эктопическому отложению липидов и связанным с этим метаболическим заболеваниям, таким как неалкогольная болезнь печени (НАЖБП) [8] и атеросклероз [9]. Липидный обмен в основном регулируется питательными веществами, такими как сахара и жирные кислоты. Однако в нескольких отчетах показано, что уровни липидов связаны с составом кишечной микробиоты, и на мышиных моделях были описаны связи между метаболизмом липидов и метаболитами бактерий кишечника.
Микробиота кишечника обладает способностью выполнять многие процессы, которые не могут быть выполнены хозяином. Эти процессы приводят к образованию продуцируемых микробами метаболитов, которые функционируют в организме хозяина в качестве метаболических субстратов и сигнальных молекул, что имеет серьезное влияние на здоровья хозяина. Состав рациона занимает центральное место в метаболической продукции кишечной микробиоты, потому что: (1) кишечная микробиота перерабатывает питательные вещества, поступающие с пищей, и (2) диета влияет на состав кишечной микробиоты и, следовательно, на ее метаболический потенциал и воздействие на хозяина. В частности, была тщательно изучена важность пищевых волокон для состава и функционирования кишечной микробиоты. Кроме того, в нескольких исследованиях сообщалось о важной роли пищевых жиров.
В этом обзоре мы обсудим взаимодействие между липидами, кишечной микробиотой и хозяином. Мы опишем современные знания о том, как пищевые липиды влияют на микробиоту кишечника, как взаимодействие между пищевыми липидами и микробиотой кишечника влияет на физиологию и здоровье хозяина, и как кишечная микробиота влияет на липидный обмен.
ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ МЕЖДУ ПИЩЕВЫМИ ЖИРАМИ И МИКРОБИОТОЙ
Показано, что микробиота кишечника различается между мышами, которых кормили рационом с высоким или низким содержанием жира, и между рационами, содержащими равное количество жира, но из разных источников [10-13] (Рис.1). Сравнение мышей на различных диетах (диета с низким содержанием жиров и диеты, содержащие высокий уровень насыщенных жиров, n-6 ПНЖК или n-3 ПНЖК) показало, что диеты с насыщенными жирами или n-6 ПНЖК индуцировали увеличение веса, но только насыщенные жиры повышали резистентность к инсулину, проницаемость толстой кишки и провоцировали воспаление [12]. Состав кишечной микробиоты мышей, получавших диету с низким содержанием жиров и n-3 ПНЖК, отличался от состава других групп, в то время как кишечная микробиота мышей, получавших диету с насыщенными жирами и n-6 ПНЖК, была сходной. В другом исследовании, где мышей, которых кормили диетой с высоким содержанием жиров, содержащей свиное сало, богатое насыщенными жирами, сравнивали с мышами, которых кормили низокалорийной диетой с высоким содержанием жиров, содержащей рыбий жир, богатый n-3 ПНЖК, было обнаружено, что филогенетическое разнообразие и обилие полезных бактерий Akkermansia muciniphila, Lactobacillus и Bifidobacterium были ниже у мышей, питавшихся свиным салом [10]. Диета с салом также снижала чувствительность к инсулину и усиливала воспаление в белой жировой ткани (WAT) за счет активации передачи сигналов Toll-подобного рецептора 4 (TLR4). Трансплантация микробиоты слепой кишки мышам без микробов (GF) показала, что вызванные диетой различия в фенотипе хозяина были частично вызваны микробиотой кишечника.
Рис. 1. Взаимодействие между пищевыми жирами и кишечной микробиотой влияет на физиологию хозяина. Свободные жирные кислоты образуются из предшественников липидов под действием липаз. Жирные кислоты могут обладать антибактериальной активностью или могут использоваться в качестве метаболических субстратов кишечными бактериями, тем самым влияя на профиль кишечной микробиоты и выработку микробных метаболитов. Это может повлиять на физиологию и здоровье хозяина.
Не только источники жира с существенными различиями в липидном составе, такие как свиное сало и рыбий жир, но и источники жира, которые похожи по составу, могут приводить к различному составу и функционированию кишечной микробиоты. Девкота и соавт. показали, что диета с молочным жиром, но не диета с салом или сафлоровым маслом, увеличивала размножение Bilophila wadsworthia у мышей [13]. Молочный жир способствует конъюгации желчных кислот с таурином, что увеличивает доступность серы, используемой B.wadsworthia. Повышенный уровень В.wadsworthia был связан с провоспалительным иммунным ответом и увеличением частоты колита у генетически восприимчивых мышей. В другом исследовании, в котором свиное сало или пальмовое масло сочетались с пищевыми желчными кислотами, свиное сало увеличивало накопление жировой массы, нарушало толерантность к глюкозе и повышало уровень триглицеридов в печени выращенных в обычных условиях мышей (CONV-R), но не у мышей с GF [11]. Диета с салом также способствовала изменению состава и функций кишечной микробиоты, включая изменения, потенциально влияющие на метаболизм липидов и аминокислот.
Механизмы, с помощью которых пищевые жирные кислоты влияют на микробиоту кишечника, четко не определены. Хотя большая часть потребляемых жирных кислот всасывается в тонком кишечнике, меньшая часть проходит через желудочно-кишечный тракт и, следовательно, может непосредственно влиять на состав микробиоты толстой кишки. Жирные кислоты обладают широким спектром антибактериальной активности, включая лизис и солюбилизацию мембран бактериальных клеток [14, 15] и ингибирование выработки АТФ [16]. На антибактериальное действие жирных кислот влияют длина углеродной цепи, насыщенность и положение двойной связи [17]. Однако воздействие жирных кислот на микробиоту кишечника не ограничивается действием антибиотиков. Хотя кишечные анаэробы не могут вырабатывать энергию путем бета-окисления, бактерии могут метаболизировать жирные кислоты другими путями. Например, на мышиной модели алкогольного заболевания печени было обнаружено, что этанол ингибирует биосинтез насыщенных жирных кислот кишечной микрофлорой. Пищевые добавки с насыщенными длинноцепочечными жирными кислотами, которые метаболизировались лактобациллами и способствовали их росту, обратили вспять вызванный алкоголем дисбактериоз, стабилизировали кишечный барьер и уменьшили повреждение печени [18].
Кишечные бактерии также могут производить из жирных кислот с двойными связями метаболиты, которые не могут быть синтезированы хозяевами-млекопитающими. Например, было показано, что преобразование бактериями линолевой кислоты приводит к образованию метаболитов, которые могут влиять на физиологию и здоровье хозяина. Конъюгированная линолевая кислота (CLA) может вырабатываться несколькими кишечными бактериями, включая Lactobacillus, Butyrivibrio и Megasphaera [19, 20]. Было продемонстрировано, что различные изомеры CLA оказывают различное, а иногда и противоположное воздействие на организм хозяина: c9, t11-CLA улучшает чувствительность к инсулину и уменьшает атеросклероз за счет активации рецептора PPARγ; t10, c12-CLA ухудшает чувствительность к инсулину и провоцирует атеросклероз за счет ингибирования экспрессии PPARγ и LXRa [21-23], а t9,t11-CLA уменьшает атеросклероз за счет активации LXRa [24]. Разные бактерии продуцируют разное соотношение изомеров CLA [25, 26], и поэтому размножение бактерий, которые продуцируют высокие уровни полезных CLA, потенциально может быть использовано для улучшения нарушенного метаболизма.
Производство CLAs бактериями представляет собой многоступенчатый процесс, включающий несколько промежуточных продуктов метаболизма. Эти метаболиты включают несколько гидроксижирных кислот, которые влияют на процессы, связанные со здоровьем хозяина. 10-гидрокси-цис-12-октадеценовая кислота (HYA) усиливает барьерную функцию кишечника и подавляет развитие колита у мышей зависимым от свободных жирных кислот 1 (FFR1/GPR40) образом [27]. Другой гидроксилированный промежуточный продукт CLA - 10-оксо-цис-12-октадеценовая кислота (КетоА) - увеличивает выработку адипонектина и поглощение глюкозы PPAR-зависимым образом и способствует предотвращению метаболических нарушений, связанных с ожирением [28].
Влияние кишечной микробиоты на липидный обмен и патофизиологию хозяина
Исследования на гнотобиотических мышах показали, что микробиота кишечника влияет на липидный обмен хозяина. Важно отметить, что мыши GF защищены от ожирения, вызванного диетой, благодаря комбинации нескольких механизмов, включая повышенное окисление жирных кислот и снижение отложения триглицеридов в адипоцитах по сравнению с мышами CONV-R [29]. Кроме того, липидомический анализ мышей GF и CONV-R, которых кормили обычной диетой, показал, что микробиота кишечника влияет на липидный состав в тканях хозяина и сыворотке крови и увеличивает выведение триглицеридов [30]. Напротив, уровни циркулирующих триглицеридов, ЛПВП и общего холестерина повышаются с участием микробиоты у мышей, находящихся на диете с высоким содержанием жиров [31]. Сравнения между мышами CONV-R и GF также показали, что кишечная микробиота индуцирует выработку мононенасыщенных жирных кислот в печени и удлинение ПНЖК, и что ацетат, вырабатываемый кишечной микробиотой, используется в качестве предшественника в синтезе жирных кислот в печени [32].
Рацион питания также влияет на переработку липидов микробиотой. Джаст и соавт. провели исследование, где мышей CONV-R и GF кормили пальмовым маслом или свиным салом (оба богаты насыщенными липидами) с добавлением желчных кислот [11]. Они обнаружили, что микробиота кишечника повышала уровень триглицеридов и сложных эфиров холестерина в печени только у мышей, которых кормили свиным салом, и что статус колонизации оказывал значительное влияние на липидный профиль. В другом исследовании, где мышей CONV-R и GF кормили свиным салом или рыбьим жиром, было обнаружено, что микробиота снижает биосинтез холестерина и повышает уровень холестерина в печени, особенно у мышей, которых кормили свиным салом [33]. Однако в этом исследовании относительный вклад кишечной микробиоты в общую вариабельность набора данных о липидах печени был небольшим, и уровни липидов в сыворотке крови существенно не различались между мышами CONV-R и GF. Это расхождение между двумя исследованиями, вероятно, можно объяснить большим сходством состава в паре пальмовое масло-свиное сало по сравнению с парой рыбий жир-свиное сало.
Исследования на мышах, получавших пробиотики, дают дополнительные доказательства роли кишечной микробиоты в регуляции липидного обмена хозяина. У мышей, которых кормили диетой с высоким содержанием жиров и холестерина, Lactobacillus curvatus отдельно или вместе с Lactobacillus plantarum снижали уровень холестерина в плазме и печени, и два штамма оказывали синергическое действие на печеночные триглицериды [34]. Аналогичным образом, у крыс с ожирением, которых кормили диетой с высоким содержанием жиров, Bifidobacterium spp. снижал уровни циркулирующих триглицеридов и ЛПНП и повышал уровни ЛПВП [35].
В целом, исследования на мышиных моделях показывают, что кишечная микробиота совместно с диетой регулирует липидный обмен хозяина и уровни липидов в сыворотке крови и тканях.
Фекальная микробиота у людей также была связана с липидным обменом. Таксономия и функциональные профили бактерий различаются у лиц с ожирением и без, но результаты разных исследований противоречивы, отчасти из-за сложной природы ожирения, а также из-за того, что для анализа микробиоты использовались разные методы [36]. В ряде исследований была изучена связь между кишечной микробиотой и дислипидемией. При профилировании данных метагеномики у лиц, страдающих ожирением, Кортиллард и соавт. обнаружили, что снижение общего количества микробных генов было связано с повышением общего уровня холестерина и триглицеридов в сыворотке крови. Диета с ограничением калорийности увеличивала разнообразие микробных генов и снижала уровень липидов в сыворотке крови [37]. Ле Шантилье и соавт. показали, что уровни триглицеридов были выше, а уровни ЛПВП были ниже у лиц с низким разнообразием микробных генов, чем у лиц с высоким разнообразием микробных генов [38]. Фу и соавт. смогли отнести 6% различий в уровне триглицеридов в сыворотке крови и 4% в ЛПВП к составу кишечной микробиоты на основании перекрестного анализа таксономических данных фекальной микробиоты, биометрии и данных об уровнях метаболитов в крови, полученных в рамках общего популяционного когортного исследования, проведённого в Нидерландах [39].
Изменения в составе фекальной микробиоты также присутствуют у лиц с патофизиологическими состояниями, связанными с дислипидемией и внематочным отложением жира, такими как атеросклероз и жировая дистрофия печени. Анализируя микробный состав атеросклеротических бляшек, образцов кала и полости рта у пациентов с симптоматическим стенозом сонной артерии [40], Корен и соавт. обнаружили общие операционные таксономические единицы (OTU) между всеми тремя участками, что согласуется с тем, что микробиота полости рта и желудочно-кишечного тракта может быть вовлечена в воспалительные процессы, ответственные за атеросклероз. OTUs, относящиеся Fusobacterium из полости рта, коррелировали с общим уровнем холестерина в сыворотке крови и ЛПНП, а Streptococcus OTUs коррелировали с уровнями ЛПВП. Однако не было четкого отпечатка фекальной микробиоты, который мог бы отличить больных от контрольной группы [40]. Однако Карлссон и соавт. показали, что у лиц с симптоматическим атеросклерозом было более высокое содержание рода Collinsella и более низкое содержание Eubacterium и Roseburia по сравнению со здоровыми контрольными группами. Микробиом кишечника больных обладал повышенной способностью к синтезу пептидогликанов, что могло способствовать развитию хронического воспаления атеросклеротических бляшек на стенках артерий [41]. Другое исследование выявило связь между ишемической болезнью сердца (ИБС) и составом кишечной микробиоты, и показало, что у пациентов с ИБС количество Bacteroidetes было снижено, а Lactobacillales - увеличено по сравнению с группой с повышенным риском болезней сердца (без ИБС) и контрольной группой здоровых людей [42].
Несколько исследований показали, что состав фекальной микробиоты у пациентов с НАЖБП отличается от здоровой контрольной группы и пациентов с ожирением без НАЖБП [43-45]. Хойлз и соавт. показали, что у пациентов со стеатозом снижено генетическое разнообразие бактерий и изменен генетический потенциал их нескольких функций, включая функцию переработки пищевых жиров [46]. Было показано, что изменения в составе фекальной микробиоты связаны с тяжестью НАЖБП и ее прогрессированием до фиброза и неалкогольного стеатогепатита (НАСГ) [47, 48]. Выявленное повышенное количество Bacteroidetes у пациентов с фиброзом или НАСГ является наиболее ярким результатом этих исследований.
Механизм связи между кишечной микробиотой и липидным метаболизмом хозяина
КЦЖК
Короткоцепочечные жирные кислоты (КЦЖК), такие как ацетат, пропионат и бутират, являются бактериальными метаболитами, получаемыми в результате ферментации волокон в толстой кишке (Рис.2). Как бутират, так и пропионат имеют низкие концентрации, в то время как уровни ацетата выше [49]. КЦЖК важны для метаболизма хозяина и используются в качестве субстратов для производства энергии, липогенеза, глюконеогенеза и синтеза холестерина [50, 51]. Бутират является источником энергии для колоноцитов, а пропионат в основном метаболизируется печенью.
Рис.2.Механизмы связи между микробиотой кишечника, липидным обменом и патофизиологическими состояниями, связанными с дислипидемией. КЦЖК регулируют липидный обмен хозяина, снабжают его энергией, улучшают метаболизм периферических тканей и стимулируют выработку гормона инкретина. Микробиота кишечника преобразует холин и L-карнитин в триметиламин (ТМА). ТМА превращается в N-оксид триметиламина (TMAO), который может способствовать усилению атеросклероза через механизмы запуска воспаления. Желчные кислоты регулируют метаболизм путем связывания с фарнезоидным X-рецептором (FXR) и связанным с G-белком рецептором 1 желчной кислоты (TGR5) в различных тканях. Деконъюгация желчных кислот уменьшает всасывание и увеличивает выведение желчных кислот. Повышенная проницаемость кишечника облегчает транслокацию липополисахарида (ЛПС) через кишечный эпителий. ЛПС индуцируют воспаление через TLR4, что может привести к метаболическим нарушениям. ЛПВП может нейтрализовать токсическое действие ЛПС. PPARy, гамма-рецептор, активируемый пролифератором пероксисом; GPR43, рецепторы, связанные с G-белком GPR43(FFAR2); GPR41, рецепторы, связанные с G-белком GPR43(FFAR3); SCFA, короткоцепочечная жирная кислота; PYY, пептид YY; TLR4, toll-подобный рецептор 4.
Помимо того, что КЦЖК являются метаболическими субстратами, они действуют как сигнальные молекулы, в частности, через связанные с G-белком рецепторы GPR43/FFAR2 и GPR41/FFAR3. GPR43 защищает мышей от ожирения, вызванного питанием [52-55]. Активация GPR43 на L-клетках увеличивает секрецию глюкагоноподобного пептида-1 (GLP-1) [52, 56], а ацетат индуцирует антилиполитическую активность [57] и улучшает метаболизм глюкозы и липидов [53] через GPR43 в WAT. Также было показано, что GRP41 регулирует метаболизм посредством взаимодействия с кишечной микробиотой. Мыши с нокаутом CONV-R Gpr41 более худые и весят меньше, чем их однопометники дикого типа, в то время как у мышей GF эти различия не обнаружены. Кроме того, микробиота увеличивает выработку пептида YY (ПYY) через GPR41 [58]. Также было показано, что бутират и пропионат активируют PPARy [59], а КЦЖК-индуцированная активация PPARy модулирует липидный обмен за счет увеличения расхода энергии [60], снижения массы тела и уменьшения накопления триглицеридов в печени [61].
В целом, показано, что КЦЖК оказывают положительное влияние на здоровый метаболизм [62]. Добавление ацетата уменьшает прибавку в весе и улучшает толерантность к глюкозе у крыс с ожирением и диабетом [63], бутират защищает от ожирения и увеличивает термогенез у мышей [60], а пропионат или бутират улучшает гомеостаз глюкозы у мышей [64]. Некоторые клинические испытания также выявили благотворное влияние КЦЖК или добавок клетчатки на массу тела [56, 65]. Прием предшественника пропионата увеличивает уровень ПYY в плазме крови после приема пищи и GLP-1 и снижает потребление энергии, в то время как длительное лечение приводит к снижению увеличения веса [56]. Концентрации ПYY и GLP-1 в плазме крови также повышаются при приеме ацетата у людей [66].
Желчные кислоты
Первичные желчные кислоты синтезируются из холестерина и конъюгируются с таурином или глицином в печени. Желчные кислоты накапливаются в желчном пузыре и выводятся в двенадцатиперстную кишку после приема пищи, способствуя эмульгированию пищевых жиров. Большая часть желчных кислот реабсорбируется и рециркулирует в печень, но бактериально опосредованная деконъюгация группы глицина или таурина уменьшает реабсорбцию. Деконъюгированные желчные кислоты могут быть дополнительно метаболизированы до вторичных желчных кислот путем дегидрирования, дегидроксилирования и эпимеризации бактериями толстой кишки [67]. Микробиологическая обработка приводит к образованию гидрофобного пула желчных кислот и облегчает выведение с калом. Экскреция желчных кислот с калом является основным местом расхода холестерина, и желчные кислоты, потерянные в процессе, должны быть заменены синтезом de novo из холестерина [67].
В дополнение к их роли в переваривании липидов, желчные кислоты могут действовать как сигнальные молекулы, которые регулируют метаболизм хозяина путем связывания с ядерным рецептором фарнезоидным X-рецептором (FXR) и рецептором желчных кислот, связанным с G-белком Такеда, TGR5. Микробная обработка желчных кислот увеличивает разнообразие пула желчных кислот, и различные желчные кислоты различаются по своему сродству к рецепторам и могут действовать как агонисты или антагонисты. Обе первичные желчные кислоты, холевая кислота (ХК) и хенодезоксихолевая кислота (ХДХК), а также вторичные желчные кислоты, литохолевая кислота (ЛХК) и дезоксихолевая кислота (ДХК), являются агонистами FXR, но с разной степенью сродства [68]. У людей ХДХК может трансформироваться в урсодезоксихолевую кислоту (УДХК), которая является антагонистом FXR [69]. Кроме того, конъюгированная с таурином мышиная желчная кислота TβMCA, но не ее деконъюгированный аналог βMCA, является мощным антагонистом FXR [70].
FXR участвует в регуляции липидного обмена, особенно в транспортировке, синтезе и утилизации триглицеридов [71]. Таким образом, переработка желчных кислот бактериями может влиять на липидный обмен через FXR. Показано, что у мышей дикого типа и мышей с нокаутом Fxr с бактериями или без них на диете с высоким содержанием жиров увеличение веса, стеатоз и воспаление зависят от передачи сигналов микробиоты на рецептор FXR [72]. FXR влияет на состав микробиоты кишечника, и трансплантация микробиоты кишечника мышам GF передала «тощий фенотип» мышей-доноров с нокаутом Fxr, что подтвердило, что FXR может способствовать увеличению ожирения путем изменения состава микробиоты. На мышиных моделях ожирения показано, что активация FXR клеток печени и кишечника приводит к различным метаболическим нарушениям [73-77]. Несколько исследований показывают, что ингибирование FXR клеток кишечника улучшает здоровый метаболизм [75, 77], но лежащие в основе механизмы все еще неизвестны.
Также было показано, что желчные кислоты влияют на липидный хозяина через TGR5. Активация TGR5 в скелетных мышцах и бурой жировой ткани способствует расходованию энергии [78]. Кроме того, передача сигналов TGR5 индуцирует высвобождение GLP-1 из энтероэндокринных L-клеток, что приводит к улучшению функции печени и поджелудочной железы у мышей с ожирением [79], что в свою очередь влияет на синтез и запасание липидов. Продуцируемые микробами желчные кислоты ЛХК и ДХК действуют как агонисты TGR5 [78, 80], но влияние кишечной микробиоты на метаболизм хозяина через TGR5 еще предстоит изучить более подробно.
Желчные кислоты вовлечены в патогенез жировой болезни печени. Было показано, что у пациентов с НАСГ изменен состав фекальных желчных кислот [81]. Кроме того, сообщалось об обратной связи между фактором роста фибробластов 19 (FGF19), гормоном, регулируемым FXR, вырабатываемым в подвздошной кишке, и НАСГ [82, 83]. Важность понимания взаимодействия между микробиотой кишечника, желчными кислотами и липидным обменом подчеркивается в работах с использованием желчных кислот для лечения НАЖБП и НАСГ. Одним из примеров является УДХК, которая, как было показано, оказывает благотворное влияние на стеатоз и уровни липидов в сыворотке крови после кратковременного лечения у пациентов с тяжелым ожирением [69]. Однако некоторые данные показали отрицательные результатаы в отношении улучшения НАСГ в ответ на лечение УДХК [84, 85]. Другим примером является полусинтетический агонист FXR - обетихолевая кислота, которая, как было показано в рандомизированном контролируемом клиническом исследовании, улучшает течение НАСГ после 72 недель лечения [86]. Однако сопутствующее повышение уровня ЛПНП в сыворотке крови поставило вопрос об общей пользе такого лечения. Кратковременное лечение аналогом FGF19 NGM282 привело к уменьшению стеатоза у пациентов с НАСГ [87]. На сегодняшний день не проводилось ни одного клинического исследования, нацеленного на изучение роли микробиоты кишечника, в котором бы специфически модифицировали передачу сигналов FXR при НАЖБП или НАСГ.
Липополисахариды, проницаемость кишечника и воспаление
Липополисахариды (ЛПС), также известные как эндотоксины, представляют собой структурный элемент внешней мембраны грамотрицательных бактерий. ЛПС индуцируют воспаление посредством активации рецептора TLR4, который экспрессируется на иммунных клетках (макрофагах), а также на других типах клеток (в т.ч. гепатоцитах и адипоцитах). Кишечный эпителий действует как барьер, предотвращающий проникновение факторов бактериального происхождения в кровоток. Однако увеличение веса, диета с высоким содержанием жиров [88] и повышенное воздействие жирных кислот [89, 90] могут нарушать барьерную функцию кишечника, способствуя проникновению ЛПС [91, 92]. Это приводит к повышению уровня ЛПС в крови: метаболическая эндотоксемия [91], состояние, связанное с метаболическими нарушениями, такими как дислипидемия, резистентность к инсулину, НАЖБП и сердечно-сосудистые заболевания [93].
ЛПС взаимодействуют с липидами крови различными способами. Во-первых, они увеличивают концентрацию триглицеридов в крови. У крыс низкие дозы ЛПС увеличивают печеночный синтез ЛПОНП, тогда как высокие дозы ЛПС снижают катаболизм липопротеинов [94]. Мыши, у которых отсутствует ко-рецептор CD14 TLR4, устойчивы к гиперинсулинемии, резистентности к инсулину и стеатозу, вызванным диетой с высоким содержанием жиров или ЛПС [91]. Во-вторых, липопротеины плазмы, в частности ЛПВП, обладают способностью нейтрализовать токсическое действие ЛПС [95, 96]. Способность ЛПВП связывать ЛПС может защищать от воспаления. Это подтверждается данными о том, что инфузия ЛПВП перед введением ЛПС снижает высвобождение провоспалительных цитокинов у людей [97] и что ЛПС индуцирует более высокие уровни TNFα у крыс с гиполипидемией по сравнению с контролем [98].
Было показано, что ЛПС способствуют развитию атеросклероза и сердечно-сосудистых заболеваний. У кроликов с гиперхолестеринемией, получавших ЛПС, атеросклероз усилился по сравнению с контрольной группой [99], а у мышей, лишенных TLR4, атеросклероз и бляшки уменьшились с уменьшенным количеством липидов [100]. У людей высокие уровни ЛПС во время хронических инфекций являются маркерами повышенного риска развития атеросклероза [101], а метаболическая эндотоксемия увеличивает риск сердечно-сосудистых заболеваний и смертности у пациентов с хронической болезнью почек [102]. Было показано, что мутации TLR4 человека связаны со снижением реакции на ЛПС [103], снижением риска атеросклероза сонных артерий [104] и острых коронарных событий [105].
Исследования на мышах показали, что стеатоз печени индуцируется диетой с высоким содержанием жиров и связан с дисбактериозом и повышенной проницаемостью кишечника [91]. Более того, химически индуцированный колит у крыс повышает уровни циркулирующих ЛПС и усугубляет стеатоз печени во время диеты с высоким содержанием жиров [106]. Вызванная дисбактериозом проницаемость увеличивает уровни лигандов TLR в воротной вене, тем самым активируя печеночные клетки Купфера и звездчатые клетки для стимуляции провоспалительных и профиброзных путей с помощью воспалительных цитокинов [107, 108]. Кроме того, активация TLR слизистой оболочки, по-видимому, способствует стеатозу печени через адаптер TLR MYD88, экспрессируемый в кишечнике [109]. Мыши со специфичной для кишечных эпителиальных клеток делецией MYD88, которых кормили диетой с высоким содержанием жиров, улучшили метаболизм глюкозы и снизили содержание липидов в печени по сравнению с мышами дикого типа [110]. Передача сигналов TLR в слизистой оболочке также может индуцировать выработку инфламмасом, мультипротеиновых олигомеров, ответственных за активацию воспалительных реакций. Инфламмасомы активируют различные провоспалительные и профиброзные процессы, участвующие в прогрессировании заболевания печени [111]. Например, активация NLRP3-инфламмасомы ЛПС через TLR4 и TLR9 участвует в развитии фиброза при НАЖБП [112]. Проницаемость кишечника также была связана с НАЖБП у людей. Было показано, что у пациентов с НАЖБП повышена проницаемость кишечника по сравнению со здоровым контролем, и проницаемость кишечника коррелирует с тяжестью стеатоза, но не у пациентов с НАЖБП [113]. Интересно, что у пациентов со стеатозом также было показано наличие кишечной микробиоты с повышенным генетическим потенциалом для биосинтеза эндотоксина [46].
Триметиламин/N-оксид триметиламина
Микробиота кишечника метаболизирует метиламинсодержащие питательные вещества, такие как холин, лецитин и L-карнитин, с образованием триметиламина (ТМА), который далее перерабатывается в N-оксид триметиламина (TMAO) флавиномонооксигеназами (ФМО) в печени. Уровни TMAO коррелируют с риском сердечно-сосудистых заболеваний [114] и их распространенностью [115, 116]. Уровни TMAO в плазме крови у различных видов мышей положительно коррелировали со степенью поражения артерий [117], а перенос микробиоты от мышей с высоким и низким содержанием TMAO к мышам с нокаутом Apoe, склонным к атеросклерозу, показал, что повышенная способность микроорганизмов к выработке TMA увеличивает риск повреждения аорты [118].
FMO3 является основным ферментом, превращающим TMA в TMAO. Нокдаун Fmo3 приводит к уменьшению площади атеросклеротического поражения, изменению метаболизма липидов и холестерина и снижению уровня TMAO в плазме [119, 120]. Экспрессия FMO3 регулируется желчными кислотами с помощью механизма, который включает FXR [121]. Таким образом, переработка желчных кислот кишечной микробиотой может быть альтернативным механизмом, с помощью которого кишечная микробиота регулирует выработку TMAO.
Механизмы, с помощью которых ТМАО способствует развитию атеросклероза, по-видимому, сложны и до конца не изучены. Лечение антибиотиками снижает выработку ТМА и, как было показано, подавляет образование пенистых клеток. TMAO также может способствовать развитию атеросклероза, ингибируя обратный транспорт холестерина [115] и индуцируя способствующие атеросклерозу воспалительные белки в клетках сосудов [122]. В дополнение к атеросклерозу повышенные уровни TMAO также связаны с частотой тромбозов и активацией тромбоцитов [123].
Хотя во многих исследованиях сообщалось о связи между уровнями холина, ТМАО в плазме крови и ССЗ [114, 116, 124, 125], роль ТМАО в развитии заболеваний все еще обсуждается. Недавнее исследование, сравнивающее обычных мышей и мышей с нокаутом GF Apoe, которых кормили диетой с добавками холина или без них, не выявило влияния холина на атеросклероз корня аорты [126]. Выработка ТМАО зависела от присутствия кишечных бактерий, но никакой связи между уровнями ТМАО и степенью поражений не наблюдалось. Эти результаты контрастируют с результатами Wang и соавт., которые обнаружили значительную корреляцию между TMAO и степенью поражения артерий [116]. Аналогично, исследования с использованием диет, дополненных L-карнитином, что приводит к повышению уровня TMAO, показали противоположные результаты в двух разных лабораториях, что подчеркивает зависимость контекста от результатов эксперимента [115, 127].
Лечение дислипидемии и НАЖБП, направленное на микробиоту кишечника
Микробиота кишечника – хорошая мишень для лечения заболеваний, связанных с дислипидемией. Стратегии коррекции включают в себя: дополнение рациона клетчаткой для усиления роста и активности полезных бактерий (пребиотиков), введение в рацион живых бактерий (пробиотиков) или комбинации пре- и пробиотиков (симбиотиков).
Метаанализ 11 небольших клинических исследований с использованием ферментированного молока и пробиотиков показал благоприятное влияние на липидный профиль [128]. Другой метаанализ, посвященный исследованиям с использованием препаратов Lactobacillus, выявил улучшение общего уровня холестерина в сыворотке крови и ЛПНП, но не триглицеридов или ЛПВП [129]. В одном исследовании было обнаружено улучшение уровня триглицеридов, но не холестерина, после кратковременного совместного применения штаммов бифидобактерий и лактобацилл у здоровых людей, тогда как в другом исследовании наблюдалось снижение общего холестерина, ЛПНП и триглицеридов, а также увеличение уровня ЛПВП с использованием симбиотика бифидобактерий/ дрожжевого экстракта [130]. Недавний мета-анализ исследований по лечению НАЖБП, показал общее снижение уровней АСТ и АЛТ при объединении данных из 25 клинических испытаний с использованием пре-, про- или симбиотиков [131].
Статины снижают уровень холестерина за счет ингибирования ГМГ-КоА-редуктазы, но могут также оказывать гиполипидемическое действие за счет взаимодействия с кишечной микробиотой. Лию и соавт. продемонстрировали, что прием розувастатина отразился на разнообразии микробов, измеренном после восьми недель лечения [132]. Исследования на мышах также показали, что статины влияют на микробиоту кишечника [133, 134].
Исследования по направленной на микробиоту терапии дислипидемии и НАЖБП неоднородны, группы невелики, а периоды вмешательства короткие. Таким образом, долгосрочные перспективы остаются неопределенными. Профилактика атеросклероза путем модуляции кишечной микробиоты у людей не изучалась, а данные на мышах противоречивы [135-137].